
在免疫组织化学和免疫荧光实验中,检测低丰度表达的靶蛋白或进行多重标记时,传统的荧光二抗标记方法往往面临信号强度不足、背景噪音高或抗体交叉反应的限制。酪胺信号放大(Tyramide Signal Amplification, TSA)技术通过在抗原-抗体结合位点进行催化沉积反应,实现信号强度数倍至数十倍的增强。信号放大液(TSA荧光染料反应液)作为该技术的核心组分,包含浓缩型荧光染料和专用缓冲体系,能够在辣根过氧化物酶(HRP)的催化下,将非活化状态的荧光素底物转化为高反应活性的自由基,并共价结合于蛋白质酪氨酸残基,形成高密度荧光沉积,从而显著提升检测灵敏度,实现单细胞水平的多重蛋白共定位分析。

TSA信号放大原理示意图
TSA技术基于HRP催化的酪胺(Tyramide)自由基反应机制:
信号放大液中的荧光染料以酪胺分子为骨架,连接荧光基团形成非活化底物。在H?O?存在下,HRP(通常通过多聚HRP二抗或链霉亲和素-HRP偶联物定位于靶标位置)催化酪胺底物氧化,生成高反应活性的酪胺自由基。
活化的酪胺自由基具有极高的反应活性,能够迅速与邻近的蛋白质酪氨酸残基形成共价键,实现荧光染料的定点沉积。由于每个HRP分子可以催化多个酪胺分子沉积,且沉积的荧光分子本身具有HRP样活性(某些体系),形成级联放大效应,最终在每个抗原位点沉积数百至数千个荧光分子,实现信号强度的指数级放大。

TSA工作流程示意图
信号放大液的稀释比例(荧光染料与缓冲液的体积比)直接影响信噪比和实验成败,需根据一抗孵育条件进行精准优化:
标准稀释比例为1:100(荧光染料:TSA缓冲液),但最佳范围通常在1:50至1:400之间,需根据以下因素调整:
一抗结合量相对较少,建议使用较高浓度染料(1:50至1:200稀释),以确保足够信号强度
一抗结合充分且特异性高,建议使用较低浓度染料(1:200至1:400或更高稀释),避免过度标记导致背景升高
由于不同组织切片的抗原丰度差异显著,建议在正式实验前进行预实验:
TSA信号放大技术是多重免疫荧光(mIF)的核心支撑技术,通过顺序染色策略实现同一切片上多达5-8种靶标的同时检测:
第一轮染色:一抗A → 多聚HRP二抗 → TSA荧光染料(如Opal 520,绿色)
抗体洗脱:通过微波处理或抗体剥离液去除已结合抗体(保留荧光沉积)
第二轮染色:一抗B → 多聚HRP二抗 → TSA荧光染料(如Opal 570,黄色)
重复循环:依次完成所有靶标染色,最后进行DAPI核染

多重免疫荧光染色效果对比
切片或芯片样本完成常规脱蜡、水化、抗原修复和一抗孵育步骤。
时间控制:反应时间过短导致信号弱,过长则背景升高,需根据靶标丰度优化

多重免疫荧光TSA技术流程
TSA荧光染料对光敏感,从配制到染色全程需避光(使用铝箔包裹或暗室操作),防止荧光淬灭。
操作时应穿实验服并佩戴一次性手套,避免荧光染料直接接触皮肤。废液按实验室化学废液规范处理。
通过精准优化信号放大液的稀释比例和反应条件,研究人员能够在单张组织切片上实现多至7-9色荧光标记,深入解析肿瘤微环境中的免疫细胞浸润、细胞间相互作用及信号通路激活状态,为精准医学研究提供高维度的空间生物学信息。
| 货号 | 产品名称 | 规格 |
|---|---|---|
| abs90018 | 信号放大液 | 10mL/50mL |
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